Влияние защищенного от разрушения в рубце холина на работу печени и показатели молочных коров в транзитный период

Араш Шахсавари1, Майкл Х. Д’Оккио2 и Рафат аль-Джассим1*

1Отделение сельского хозяйства и питания, Квинслендский университет, Гаттонский кампус, г. Гаттон, штат Квинсленд, Австралия 4343

2Отделение биологии и экологии, Центр изучения углеродов, воды и продуктов питания, факультет сельского хозяйства и экологии, Сиднейский университет, 380 Веромби Роуд, г. Кэмден, штат штат Новый Южный Уэльс, Австралия 2570

(Дата подачи работы: 10.10.2015; дата получения окончательной редакции: 14.02.2016; дата утверждения: 14.03.2016; дата первой онлайн-публикации: 3.05.2016)

Аннотация

В первые недели лактации у высокопродуктивных молочных коров наблюдается период отрицательного энергетического баланса. Поступающей с кормом энергии, как правило, хватает для компенсации возросших в связи с развитием плода энергозатрат (до отела), однако восполнить их в начале лактации бывает зачастую трудно. В транзитный период в организме коровы преобладают катаболические процессы, в результате которых мобилизуются энергетические запасы в виде неэстерифицированных жирных кислот (НЭЖК) и аминокислот, используемых в основном печенью и мышцами. Усиленное использование мобилизованных НЭЖК печенью вкупе с ограниченной способностью гепатоцитов окислять жирные кислоты для получения энергии или встраивать этерифицированные жирные кислоты в липопротеины очень низкой плотности (ЛПОНП) приводит к развитию жировой дистрофии печени и кетозу. Такое нарушение метаболизма может ухудшить здоровье животных и стать причиной убытков для хозяйства. Для предотвращения негативных последствий энергетического дисбаланса у коров в транзитный период применялись различные стратегии кормления. Включение в рацион холина в защищенной от разрушения в рубце форме (защищенного холина) способно улучшить работу печени путем усиленного удаления из нее ЛПОНП. Защищенный холин повышает экспрессию генов микросомального белка-переносчика триглицеридов и аполипопротеина ApoB100, необходимых для синтеза и секреции ЛПОНП. При изучении действия защищенного холина рассматривались экспрессия генов, метаболические гормоны, профили метаболитов, выработка молока и репродуктивность после отела. После включения в рацион защищенного холина наблюдалось уменьшение жира в печени и улучшение выработки молока. Однако влияние защищенного холина на здоровье и репродуктивность коров является неоднозначным, что вполне может быть связано с недостаточным количеством исследований эффекта от разных дозировок.

Ключевые слова: молочные коровы в транзитный период, защищенный от разрушения в рубце холин, печень, жировая дистрофия печени.

Используемые сокращения: СВ (сухое вещество); ЭПР (эндоплазматический ретикулум); ГР (гормон роста); ИФР-1 (инсулиноподобный фактор роста 1); МБПТ (микросомальный белок-переносчик триглицеридов); ОЭБ (отрицательный энергетический баланс); ФХ (фосфатидилхолин)

* Контактное лицо в авторской группе: Р. аль-Джассим, Email: r.aljassim@uq.edu.au

Понятие «транзитный период» было введено в 1990-х гг. для обозначения срока длиною приблизительно в 3 недели до и 3 недели после отела(1,2). В этот период происходят кардинальные изменения в метаболическом и эндокринном статусе коров, которые готовят организм животных сначала к отелу, а затем к лактации(1). Растущие в связи с быстрым развитием плода потребности в энергии и белке зачастую можно восполнить даже при сокращении потребления СВ на 30–35%, которое, как правило, наблюдается на последней неделе перед отелом(3). Однако гормональные изменения и снижение аппетита в период повышенной потребности в энергии для выработки молока приводят к возникновению отрицательного энергетического баланса (ОЭБ) сразу после отела.

В результате начинается липолиз и мобилизация запасов жировой ткани(4,5). Концентрация циркулирующих НЭЖК и накапливаемых в печени триглицеридов возрастает в 5–10 раз(6–8). Несмотря на то, что в последние 3 недели перед отелом окислительная способность печени увеличивается на 20%(9), приток НЭЖК в печень превышает ее возможности окисления, а также секреции этерифицированных жирных кислот (или триглицеридов) в виде ЛПОНП. В результате происходит накопление триглицеридов, что увеличивает вероятность развития жировой дистрофии печени у коровы(6,10). Последнее провоцирует появление печеночной дисфункции. Неспособность печени использовать избыток НЭЖК в качестве «топлива» создает кетотическое состояние, при котором увеличивается выработка и секреция кетоновых тел, в основном β-оксимасляной кислоты (БОМК), ацетоацетата и, в меньшей степени, ацетона(10,11). Около 50–60% коров в транзитный период страдают от жировой дистрофии печени и кетозом умеренной или тяжелой степени, что представляет собой главную проблему для продуктивности, здоровья и благополучия молочных коров(12,13).

Повышение концентрации НЭЖК в плазме крови усиливает окислительный стресс, а также неспецифические и неконтролируемые воспалительные реакции у коров в транзитный период. Известно, что повышенная концентрация НЭЖК является частой причиной перетекания метаболического заболевания (жировая дистрофия печени, кетоз) в инфекционное (мастит, сальмонеллез, метрит) незадолго до отела(11,14). В транзитный период иммунная система молочных коров часто ослаблена(15,16). Особую роль играет негативное влияние воспалительных реакций на антимикробную активность макрофагов и нейтрофилов. При ухудшении работы этих лейкоцитов патогены могут вызвать длительное заболевание(14).

Предполагается, что способы снижения мобилизации липидов также могут уменьшить влияние воспалительных реакций на общее состояние коров за несколько недель до отела(14).

В транзитный период коровы должны содержаться в таких условиях, которые позволят избежать развития воспалительных инфекций и метаболических заболеваний, травматизма, нарушений пищеварения, теплового или окислительного стресса, а также дистоции(17). Субклиническое воспаление может отрицательно повлиять на метаболическую функцию, что будет выражаться в развитии кетоза и жировой дистрофии печени(18,19). Белки острой фазы, позволяющие определить степень воспаления, в основном синтезируются печенью за несколько дней до отела. Провоспалительные цитокины, образуемые в тот же период иммунными клетками, могут помешать печени синтезировать отрицательные белки острой фазы, такие как аполипопротеин ApoB100, являющийся ключевым компонентом ЛПОНП(20,21).

Добавление в рацион холина в защищенной от разрушения в рубце форме позволило снизить негативный эффект от липидоза печени у коров в транзитный период за счет усиления экспрессии генов белка-переносчика жирных кислот FATP5 и транспортера карнитина SLC22A5 в печени, а также стимулировать формирование липопротеинов, содержащих аполипопротеин В (22). Таким образом, холин частично эффективен при снижении негативного влияния воспалительных состояний на функцию печени коров в транзитный период.

По понятным причинам транзитный период молочных коров был предметом многочисленных исследований. По данной теме имеются их обобщенные результаты(14,23,24). В настоящей статье представлен обзор функциональных и морфологических изменений печени молочных коров в транзитный период, реакция их организма на холин и способность холина смягчать жировую дистрофию печени и некоторые ее последствия.

Метаболическая функция печени молочных коров в транзитный период

Как отмечалось ранее, на момент отела потребность молочных коров в энергии увеличивается из-за начала лактации. Сразу после отела возрастает концентрация циркулирующих НЭЖК, так как поддержание лактации обеспечивается мобилизацией жировых тканей(25,26). На момент отела возрастает способность печени этерифицировать поступившие НЭЖК в триглицериды(27,28), а на первый же день после отела увеличивается концентрация триглицеридов в тканях печени(29–32). Поскольку поступление НЭЖК превышает способность печени окислять и преобразовывать триглицериды в ЛПОНП (рис. 1), в транзитный период у коров часто развивается жировая печеночная дистрофия(6). Согласно Wensing et al.(33), степень дистрофии определяется по процентной доле триглицеридов во влажном весе печени. Как правило, доля триглицеридов составляет менее 1% от влажного веса печени, но может увеличиться до 1–5, 5–10 или более 10% при легкой, умеренной и тяжелой степени жировой дистрофии соответственно(6). Поступление чрезмерного количества жирных кислот в печень и ее жировая дистрофия часто сопровождаются частичным окислением жирных кислот и последующим повышением выработки и выделения кетоновых тел в общий поток крови(9,10,12). Печень жвачных обладает по определению меньшей способностью синтезировать ЛПОНП, что отчасти объясняется ограниченным наличием кормового холина, который встраивается в фосфатидилхолин для синтеза ЛПОНП в печени(31).

Молекулярные и морфологические изменения печени, вызванные жировой дистрофией

Жировая дистрофия печени приводит к серьезным изменениям в морфологической и клеточной структуре печени у коров. В результате накопления цитоплазматических липидных капель в паренхиме печень увеличивается в размерах и опухает. Цвет печени меняется с темно-красного на бледно-желтый(6,34,35). Клетки печени (гепатоциты) демонстрируют ряд следующих морфологических изменений: (1) увеличение; (2) повреждение митохондрий; (3) сжатие и уменьшение объема ядер, что приводит к миграции ДНК из ядра в анод; (4) уменьшение объема гранулярного эндоплазматического ретикулума (ЭПР); (5) уменьшение числа органелл(36–38).

Длительное воздействие (36–51 ч) НЭЖК на гепатоциты in vitro приводило к снижению выработки мочевины и глюкозы(39). Действующие на ткани печени метаболические и воспалительные процессы (напр., воздействие большого количества НЭЖК, липосахаридов микробного происхождения и ФНО-α как одного из провоспалительных цитокинов в период отрицательного баланса) могут активировать пути проникновения патогенов, что вызывает апоптоз в клетках печени и стресс ЭПР(40,41). Стресс ЭПР приводит к адаптации биохимических процессов и иным симптомам, которые схожи с теми, которые обычно вызывает жировая дистрофия печени, кетоз или воспаление(41). Согласно исследованиям, после отела активируются тринадцать из четырнадцати генов, ответственных за реакцию несвернутых белков в печени (вызванную стрессом ЭПР), при этом некоторые из них остались в активированном состоянии даже на

14-ой неделе после отела, когда у коров уже наблюдается положительный энергетический баланс(41). Эта особенность дает основания полагать, что высокий расход энергии на обмен веществ в период лактации может в некоторой степени вызывать стресс ЭПР, не вызывая при этом рост концентрации НЭЖК или воспаления(41).

ОЭБ – отрицательный энергетический баланс; ЦТК – Цикл трикарбоновых кислот / цикл Кребса

Рис. 1. Роль холина в в образовании триглицеридов из НЭЖК печени и их экспорте в форме ЛПОНП

Нарушение целостности и функционирования гепатоцитов приводит к некрозу клеток и их протечке(6). Вследствие повреждения клеток у коров, страдающих от жировой дистрофии печени (особенно в тяжелых случаях), увеличивается концентрация циркулирующих ферментов печени, таких как аспарагиновая трансаминаза, гамма-глутамилтрансфераза, креатинкиназа и лактатдегидрогеназа(6). Концентрация компонентов желчи (билирубин, холевая кислота и желчная кислота) в плазме увеличивается, указывая на снижение потока желчи при жировой дистрофии печени(6).

Изменения в иммунной функции отражаются на изменении в экспрессии сывороточного амилоида печени A1 (SAA1), который участвует в хемотаксисе нейтрофилов/макрофагов. Экспрессия мРНК, отвечающей за выработку провоспалительных цитокинов и белков острой фазы (ФНО-α, SAA1), напрямую зависит от мобилизации липидов из жировой ткани(30). Аналогичная тенденция наблюдалась в экспрессии других генов печени, влияющих на иммунитет (IL27RA, THF, IFNGR2)(30,42). Воспаление также приводило к жировой дистрофии печени у коров и способствовало накоплению триглицеридов в печени(24). Существует мнение, что воспалительные процессы могут отвечать за снижение выработки глюкозы у коров, страдающих от жировой дистрофии печени(24).

Экспрессия сети генов, вовлеченных в липидный, углеводный и азотистый обмен в тканях печени, сильно изменяется у коров в период до отела(43). В первые 10 дней после отела увеличивается экспрессия генов, способствующих транспорту жирных кислот (кластер дифференцировки 36 (CD36) и ацил-КоА-синтетаза 1 (ACSL1))(42,44,45). Аналогичным образом в первые 10 дней лактации увеличилась экспрессия генов, участвующих в этерификации жирных кислот печени (митохондриальный фермент глицерол-3-фосфат-ацилтрансфераза, диацилглицерин O-ацилтрансфераза 1 и глицерол-3-фосфат-ацилтрансфераза), что вызывает развитие жировой дистрофии печени(30,42). Экспрессия генов микросомального белка-переносчика триглицеридов, являющихся причиной выработки ЛПОНП в ЭПР, достигает максимального уровня в тканях печени ближе к отелу(22,46,47). Кроме того, ближе к отелу у коров начинает подавляться экспрессия гена, отвечающего за аполипопротеин ApoB100, что приводит к сокращению его синтеза в печени(48). В недавнем исследовании у коров из контрольной группы не было выявлено никаких изменений в аполипопротеине ApoB100, а у тех коров, которые получали холин в виде кормовой добавки, их количество увеличилось на 6-й неделе лактации(22). Выращенные в питательной среде гепатоциты молочных коров демонстрировали сниженную экспрессию микросомального белка-переносчика триглицеридов, а также аполипопротеинов ApoB100 и E при инкубации с помощью НЭЖК(49), что указывает на прямую роль мобилизованных жирных кислот в экспрессии генов печени и этиологии жировой дистрофии.

Включение холина в рацион молочных коров в транзитный период

Холин является важным компонентом клеточной мембраны и в основном присутствует в форме фосфолипида фосфатидилхолина (ФХ) и лизофосфатидилхолина (ЛФХ). Это вещество имеет первостепенное значение для структуры и функционирования клетки(50–52). Кроме того, холин необходим для синтеза нейротрансмиттера ацетилхолина, участвующего в метаболизме жирных кислот в печени, и выступает в качестве метилового донора. Холин нередко ошибочно причисляют к витаминам группы В. Это вещество нельзя отнести к витаминам по следующим причинам: (1) требуется в большем количестве (в граммах, а не миллиграммах); (2) не действует как кофактор в ферментных реакциях; (3) образуется путем эндогенного синтеза(50,51). Стоит отметить, что холин обладает низкой биодоступностью для жвачных животных (<30%), что обусловлено его продолжительным расщеплением под воздействием микроорганизмов рубца(53). В то же время холин может синтезироваться в печени из метионина; таким образом, уровень холина в метаболическом фонде – это важный фактор определения его биодоступности при разных метаболических путях. Холин является непосредственным прекурсором бетаина в метаболизме метила(52). В качестве метилового донора холин участвует в реакциях трансметилирования (например, для синтеза метионина и карнитина(50,54), а также для метилирования ДНК), для которых используется фолиевая кислота и витамин B12. Синтез ФХ

может замедляться в зависимости от биодоступности метиловых доноров – холина и метионина – в метаболическом фонде. Некоторые ученые предполагают, что при получении с кормом защищенного от разрушения в рубце метионина возрастает роль ФХ для синтеза ЛПОНП(55). Таким образом, в рацион необходимо включать достаточное количество метионина. Кроме того, холин стимулирует синтез ацетилхолина, что способствует активности холинергической нервной системы. Согласно исследованию Henning et al.(56) при нехватке холина и метионина в рационе уменьшается концентрация таких витаминов, как аскорбиновая кислота, α- и γ-токоферола и ретинола, что может привести к эпителиальной инфекции, дегенерации мышц, повреждению печени и снижению устойчивости к болезням. Для транспорта с кровью и последующего усвоения наиболее биологически активной формы витамина E – α-токоферола – в тканях, эритроцитах, жировой ткани, сердце и скелетных мышцах требуются ЛПОНП, синтезируемые в печени. Следовательно, холин косвенным образом влияет на здоровье людей и животных в целом, в частности, на иммунитет(56,57).

Гормональные изменения во время отела и ОЭБ в начале лактации связаны с возросшим поступлением НЭЖК в печень и необходимостью более активного метаболизма жирных кислот в печени(51). У животных, не относящихся к жвачным, количество ФХ оказывает большое влияние на скорость экспорта ЛПОНП и чувствительность печени к накоплению триглицеридов(58). Возможно, это касается и жвачных животных, т.е. в связи с низкой биодоступностью кормового холина и возросшей потребностью в экспорте ЛПОНП (рис. 1) из-за увеличения количества жирных кислот в транзитный период молочные коровы становятся подвержены жировой печеночной дистрофии.

По всей видимости, включение защищенного холина в корма для коров в сухостойный период (при ограниченном рационе) или транзитный период способствует секреции триглицеридов из печени(4,22,59,60). Это дает основания полагать, что холин должен считаться важным питательным веществом для коров в транзитный период. Тем не менее, нельзя с уверенностью заявлять о необходимости внесения холина в рацион молочных коров в транзитный период, так как данных об эффекте от разных его дозировок недостаточно. При этом исследования, как правило, подтверждают снижение количества триглицеридов в печени при добавлении в суточный рацион 15 г защищенного холина(59,61–63). Результаты включения в рацион защищенного холина (в частности, влияние на биохимические показатели, показатели репродуктивности и продуктивности) обобщены в таблицах 1, 2 и 3.

Холин и метаболиты крови

Реакция метаболитов крови на кормовые добавки с защищенным холином у коров в транзитный период сильно варьировалась, что может быть обусловлено (1) тем периодом, когда добавки были введены в рацион, (2) продолжительностью использования добавок, (3) дозировкой добавки или (4) степенью устойчивости защищенного холина к разрушению в рубце. В некоторых исследованиях отмечалось, что защищенный холин снижает уровень НЭЖЕ в крови(4,64,65), хотя в ряде других исследований такой эффект не наблюдался(4,62,63,66,67). По-видимому, снижение НЭЖК в плазме связано не с замедленным липолизом, а скорее с сочетанием следующих факторов: (1) улучшенная буферизация и транспорт внутриклеточной НЭЖК, (2) улучшенное выведение из организма продуктов жизнедеятельности за счет транспорта ЛПОНП и (3) улучшенный углеводный обмен(22). Коровы, которые получали защищенный холин в транзитный период, демонстрировали снижение концентрации бета-гидроксибутирата в крови(63,65,67,68). Однако, данный эффект наблюдался не во всех исследованиях(4,59,62,64,66,69). Позитивный эффект, отмеченный в некоторых исследования, можно связать с тем, что холин в генной сети печени способствует синтезу и экспорту ЛПОНП(22).

1. Shahsavari et al.

Таблица 1. Влияние защищенного холина на уровень НЭЖК и бета-гидроксибутирата у молочных коров

↑ повышение; ↓ понижение; − без изменений.

* В виде хлорида холина

Таблица 2. Влияние защищенного холина на потребление СВ, надои и состав молока у молочных коров

↑ повышение; ↓ понижение; − без изменений.

* В виде хлорида холина

Ввод добавки на основе холина в рацион молочных коров

Таблица 3. Влияние защищенного холина на частотность осложнений после отела, показатели репродуктивности и экспрессию генов у молочных коров

↑ повышение; ↓ понижение; − без изменений.

* В виде хлорида холина

Влияние холина на метаболические гормоны

Соматотропная ось, состоящая из гормона роста (ГР), его рецептора и инсулиноподобного фактора роста 1 (ИФР-1) играет главную роль в регуляции распределения питательных веществ на разных этапах лактации(70). ОЭБ коров в транзитный период нарушает работу этой оси, переключая организм с анаболических на катаболические процессы. По некоторым данным на момент отела концентрация ГР увеличивается, ИФР-1 – уменьшается, а рецепторов ГР – падает почти на 50%(70–72). При подготовке к повышению потребности молочной железы в глюкозе в метаболических путях печени происходит сдвиг в сторону глюконеогенеза(26,73–75). При этом ГР, скорее всего, подавляет инсулин, сокращая его синтез и секрецию поджелудочной железой(76–80). Было доказано, что действие инсулина, подавляющего глюконеогенез печени и стимулирующего синтез ИФР-1, в начале лактации ослабевает(81). У коров с сильно выраженным ОЭБ снижалась экспрессия ИФР-1 печени, рецепторов ГР и белков, связывающих инсулиноподобный фактор роста(82). Согласно недавним исследованиям in vitro, повышение концентрации ИФР-1 положительно сказалось на экспрессии генов печени, участвующих в формировании ЛПОНП печени и секреции гепатоцитов коров, а именно ApoB100, МБПТ и рецепторов липопротеинов низкой плотности (ЛПНП)(49). Включение в рацион 120 г защищенного холина (30 г хлорида холина) на корову в день с 21-го дня до отела и по 42-й день после отела не повлияло на концентрацию ИФР-1(63). Похожие результаты наблюдались при добавлении в рацион многотельных коров голштинской породы 50 г защищенного холина (9,4 г хлорида холина) на корову в день в течение последних 21 дня стельности и 100 г защищенного холина (18,8 г хлорида холина) на корову в день в течение первых 45 дней лактации(66). По данным более позднего исследования, у получавших защищенный холин коров повысилась концентрация инсулина и гаптоглобина. Прямая зависимость между гаптоглобином и инсулином отчасти объясняет рост концентрации инсулина у получавших холин коров(83,84). Однако у многотельных коров голштинской породы, получавших 120 г защищенного холина (или 30 г хлорида холина) на корову в день в период с 3 недель до отела и 3 недель после отела, содержание инсулина в плазме крови не сильно изменилось(63).

Влияние холина на потребление СВ

В последние 3 недели стельности потребление СВ может упасть на 32%, причем 89% от такого снижения приходится на последнюю неделю(3). По проверенным данным большую часть такого снижения можно избежать путем использования низкоэнергетических кормов(85). Однако такие корма можно давать только в период до лактации, когда потребность в питательных веществах и, в частности, энергии остается низкой. Выработка молозива непосредственно до отела инициирует рост потребности в энергии, который становится более резким на протяжении нескольких недель лактации после отела(3,31,86,87). Описанные выше гормональные изменения, протекающие незадолго перед отелом, а также ОЭБ, провоцируют липолиз, который повышает концентрацию НЭЖК в потоке крови(88). По сравнению с периодом без лактации концентрация триглицеридов в печени может трехкратно увеличиться к моменту отела и продолжить расти после него(86).

По данным Zom et al.(59), включение в рацион 60 г защищенного холина (15 г хлорида холина) на корову в день с 3-й недели до и по 6-ю неделю после отела повысило потребление СВ с 14,4 до 16,0 кг/день, а нетто-потребление энергии с 98,2 до 109,1 МДж/день. Эти данные согласуются с результатами предыдущего исследования, где включение в рацион лактирующих коров 60 г защищенного холина (или 15 г хлорида холина) на корову в день с 28-го дня до отела по 100-й день лактации увеличило долю потребления СВ по отношению к весу коров за весь период исследования(89). В рамках другого исследования у коров, получавших 30 г защищенного холина (или 7,5 г хлорида холина) на корову в день в первые 12 недель лактации, потребление СВ увеличилось на 8,4%(90).

По данным Ardalan et al.(61) включение в рацион 60 г защищенного холина (или 15 г хлорида холина) на корову в день с момента отела до 10-й недели лактации повысило потребление СВ (с 18,9 до 22,1 кг/день), в то время как до отела та же дозировка не увеличивала этот параметр. Взаимосвязь между оценкой кондиции и потреблением СВ была установлена в ходе исследования Zahra et al.(60). С 3-й недели до отела и по 4-ю неделю после отела коровы, кондиция которых была оценена в 4 балла и более (по 5-балльной шкале), съедали на 1,1 кг СВ в день больше после добавления в их рацион защищенного холина. У коров, которые получили более низкую оценку кондиции, подобные результаты не подтвердились. Другие исследования не выявили какого-либо влияния защищенного холина на потребление СВ после отела(60,62,66,69). Мета-анализ 13 испытаний показал, что добавление защищенного холина в рацион не повлияло на потребление корма до отела, но повысило потребление СВ на 0,8 кг/день в начале лактации(51). Добавление защищенного холина в рацион коров в транзитный период не улучшило оценку их кондиции, однако причиной этого мог быть рост надоев, сопровождаемый повышенным потреблением корма(59,91). Можно сделать вывод о том, что холин может косвенно влиять на потребление СВ коровами в транзитный период, ограничивая воздействие жировой дистрофии печени и кетоза на здоровье животных(65). Положительный эффект можно охарактеризовать как снижение частотности осложнений после отела, таких как мастит и задержка плодных оболочек у коров в транзитный период(65,92).

Влияние холина на надои молока

Согласно данным Pinotti et al. (64), в результате ввода защищенного холина в рацион многотельных итальянских коров голштинской породы в период за 14 дней до отела и 30 дней после отела (дозировка: 20 г хлорида холина на корову в день) увеличились надои молока без изменения концентрации жиров или белков в нем. После ввода в смешанный рацион, состоящий из сена люцерны и кукурузного силоса, защищенного холина в количестве 60 г/день (15 г чистого хлорида холина) на протяжении первых 10 недель лактации надои 4%-го молока, скорректированного по молочному жиру, увеличились на 3,28 кг/день, при этом в нем также увеличилось содержание жиров и белков(61). У многотельных коров голштинской породы, которые получали 50 г защищенного холина на корову в день в течение 21 дня до отела, а также 100 г в течение 45 дней после (соответственно, 9,4 г и 18,8 г хлорида холина на корову в день), увеличилась концентрация белков, общего количества твердых веществ и жиров в молоке(66). При этом стоит упомянуть, что опытный рацион не оказал никакого влияния на выход скорректированного по жиру или по сухому молочному остатку молока(66). Первотельные и многотельные коровы голштинской породы, получавшие смешанный рацион на основе силоса и сенажа кукурузы, а также травяного сена, вырабатывали на 1,2 кг больше молока в течение первых 60 дней лактации после добавления в их рацион защищенного холина в количестве 56 г/день (14 г хлорида холина)(60). Коровы, кондиция которых была оценена в 4 балла и более (по пятибалльной шкале), демонстрировали увеличение надоев по сравнению с теми коровами, которые получили более низкую оценку кондиции(60). Согласно анализу данных 11 исследований, добавление в рацион защищенного холина в количестве более 40 г в день (более 10 г хлорида холина) привело к увеличению надоев молока(93). Мета-анализ 13 испытаний показал, что добавление защищенного холина в рацион в транзитный период способствует увеличению надоев молока в среднем на 3,8 кг/день(51); однако доля белков и жиров в молоке остается неизменной. Другой мета-анализ исследований, проведенных вне транзитного периода, показал, что защищенный холин не повлиял на количество жиров в молоке(94). Было выдвинуто предположение, что увеличение доли белков может быть связано с добавлением метильных групп и сбережением метионина(94). Согласно недавнему исследованию, включение защищенного холина в рацион молочных коров в середине периода лактации может изменить жировой профиль молока, увеличив пропорцию омега-3 жирных кислот(95); тем не менее, надои, а также характеристики молока, скорректированного по жирности (3,5%), и молока, скорректированного по энергии, не изменились. На основании вышеизложенного, можно сделать предположение, что пищевой холин способен оказывать прямое и косвенное действие на улучшение выработки молока у молочных коров. Прямое действие может быть связано с большим количеством доступного метионина, способствующего синтезу молока, а также с низким количеством триглицеридов печени, что приводит к усиленному глюконеогенезу в печени(22). Косвенное действие обусловлено общим улучшением самочувствия коров в транзитный период, что положительно влияет на выработку молока.

Влияние холина на частотность осложнений после отела

Жировая дистрофия печени и кетоз являются распространенными проблемами в высокопроизводительных молочных стадах, которые переходят от транзитного периода к периоду лактации(10,31). Ввод защищенного холина в рацион коров в количестве 60 г на корову в день (15 г хлорида холина) в период за 25 дней до отела и в течение 80 дней после позволил снизить частотность клинического кетоза и числа заболеваний, а также частотность случаев мастита(92). Такое осложнение, как задержка плодных оболочек, возникало реже у тех коров, которые получали 15 г защищенного холина в день в течение последних 21 дня предстельного периода. При этом у тех коров, которые получали защищенный метионин, увеличилась частотность случае жара и появилась предрасположенность к послеродовому метриту(92). Положительное действие холина проявляется в меньшей частотности возникновения проблем с обменом веществ до отела и непосредственно после него, что связано с общим улучшением состояния здоровья.

Влияние холина на показатели репродуктивности

Как упоминалось выше, нарушение метаболического гомеостаза в начале лактации связано с изменениями в профилях метаболических гормонов и метаболитов(6,31,72). Эти изменения ведут к негативным последствиям для функций фолликулярного аппарата яичников, восстановления овуляции и фертильность коров(6,96). Например, ИФР-1 и инсулин имеют первостепенное значение для чувствительности яичников к фолликулостимулирующему гормону (ФСГ) и лютеинизирующему гормону (ЛГ). ИФР-1 может синергетически взаимодействовать с ФСГ и ЛГ, улучшая развитие яичников, стероидогенез и эмбриональное развитие(70,97). Если в начале лактации концентрация ИФР-1 в плазме крови снижается, это может привести к нарушению роста фолликулов в яичниках и ухудшению фертильности(72,98).

С точки зрения показателей репродуктивности, добавление холина в рацион коров в транзитный период дало неоднозначные результаты. Согласно данным Oelrichs et al.(89), добавление защищенного холина в рацион коров в транзитный период позволяет повысить оплодотворяемость и индекс стельности, тогда как в ходе другого исследования показатели оплодотворяемости, гибели плода и доли коров с нормальной половой цикличностью не изменились(92). В недавнем исследовании выяснилось, что при добавлении 60 г защищенного холина (15 г хлорида холина) на корову в день с 21-го дня до отела и по 21-й день после отела количество случаев эндометрита и число мертворожденных снижаются, а число коров с охотой на 5-ю неделю после отела растет (99). Включение в рацион 240 г защищенного холина (60 г хлорида холина) на корову в день со дня отела до 42-го дня лактации приводит к усиленному образованию фолликулов яичника и раннему восстановлению овуляции(63). После ввода в рацион 30 г хлорида холина (120 г защищенного холина) на корову в день с 21-го дня до и по 42-й день после отела наблюдался рост доли стельных коров на 100-й день лактации (28% по сравнению с 40%) после первого искусственного осеменения на 70-й день после отела(63). То же исследование продемонстрировало, что у получавших защищенный холин коров уровень лептина был значительно выше.

Эти результаты можно объяснить тем, что у коров в транзитный период улучшилась связь между метаболическим гомеостазом и осью гипоталамус-гипофиз-яичники. Лептин играет важную роль для этой оси, поскольку связывается со специфическими рецепторами в гипоталамусе, воздействуя на вырабатывающие кисспептин нейроны, и тем самым стимулирует выработку гонадотропин-высвобождающего гормона(100,101). Кроме того, рецепторы лептина были обнаружены в яичниках у КРС(102), а некоторые исследования подтверждают положительное влияние лептина на качество яйцеклеток и развитие эмбрионов у КРС(103).

Влияние холина на экспрессию генов

Защищенный холин усиливает экспрессию генов белка-переносчика жирных кислот FATP5 и транспортера карнитина SLC22A5 в печени(22). Эти белки участвуют в поступлении и транспорте внутриклеточных жирных кислот в печень(22). Эффект от применения защищенного холина объясняется его значением для синтеза карнитина, поскольку холин является источником метильных групп(54) или способствует потреблению карнитина(104). Увеличение доступности карнитина в гепатоцитах может снизить накопление триглицеридов у транзитных коров за счет стимулирования окисления жирных кислот(105,106). Похожие результаты наблюдались у коров в середине периода лактации, которым давали корм в ограниченных количествах, чтобы вызвать у них ОЭБ(107). Для того чтобы предотвратить или снизить накопление триглицеридов, в сычуг вводили L-карнитин, который, тем не менее, не оказал какого-либо видимого влияния на экспрессию генов, вовлеченных в глюконеогенез (пируваткарбоксикиназа, пируваткарбоксилаза, и пируват дегидрогиназа киназы, изоформа 4 (ген PDK4)), воспалительные процессы (амилоид печени A3; SAA3) и процесс передачи сигналов (рецептор адипонектина второго типа – ADIPOR2). Исследователи пришли к выводу, что на экспрессию вышеуказанных генов повлияло ограниченное потребление СВ, а не ввод L-карнитина(107). Можно предположить, что карнитин не оказывает прямого влияния на экспрессию генов, связанных с окислением жирных кислот.

Ввод защищенного холина в корм коров в транзитный период увеличивает экспрессию гена PPARα/δ, который участвует в цепочках, регулирующих окисление и транспорт жирных кислот(22,108). Защищенный холин в составе корма также увеличил экспрессию мРНК глюкокиназы и транспортеров глюкозы ГЛЮТ-2, белка печени, который способствует высвобождению глюкозы из печени в кровь(109). Соответственно, улучшается углеводный обмен в печени.

Исследование кетоза, вызванного сменой рациона, выявило активацию экспрессии таких вовлеченных в глюконеогенез генов, как пируваткарбоксилаза и фруктозо-1,6-бисфосфатаза 1, и деактивацию фосфоенолпируваткарбокиназы 1, которая также является важным для глюконеогенеза геном(108). Уровень мРНК пируваткарбоксилазы напрямую зависел от общего содержания жиров в печени и концентрации НЭЖК и бета-гидроксибутирата в плазме(110). Увеличенная экспрессия пируваткарбоксилазы и гена PDK4 также отмечалась у тех коров в середине периода лактации, которые испытывали ОЭБ(107). Увеличенная экспрессия пируваткарбоксилазы и гена PDK4 указывает на ответную реакцию печени на увеличенную потребность в глюкозе, испытываемую лактирующей молочной железой в период ОЭБ. У коров, которые получали защищенный холин до и после отела, отмечалась замедленное увеличение экспрессии гена пируват карбоксилазы, что указывает на то, что защищенный холин улучшает энергетический статус и углеводный обмен в печени, а также снижает потребность в пируват карбоксилазе(22). Обогащение рациона защищенным холином в транзитный период повлияло на экспресию двух ключевых генов, отвечающих за синтез ЛПОНП (МБПТ и ApoB100)(22). МБПТ стимулирует синтез ЛПОНП в ЭПР(46) и снижает накопление триглицеридов в ткани печени. Как говорилось ранее, аполипопротеин ApoB100 является ключевым белком, необходимым для синтеза ЛПОНП(48). Защищенный холин не повлиял на достаточность мРНК для карнитин-пальмитоилтрансферазы 1A(22). Это говорит о том, что присутствие холина в рационе коров в транзитный период никак не влияет на транспортировку длинноцепочечных жирных кислот в митохондрии(42,45).

Выводы

Холин является важным питательным веществом и незаменим для нейротрансмиттера ацетилхолина, структуры и функции клеточной мембраны, а также синтеза ЛПОНП в печени. У лактирующих коров с ОЭБ в начале лактации развивается умеренная или тяжелая жировая дистрофия печени, так как печень не способна справится с большим поступлением НЭЖК. В таких условиях защищенный холин в рационе может быть ценным дополнением к кормовому холину, позволяющим удовлетворить растущие потребности в синтезе ФХ, который участвует в экспорте триглицеридов из печени. Поскольку огромная часть натурального кормового холина разрушается в рубце, а в печень поступает большое количество жирных кислот, можно предположить, что в транзитный период коровы испытывают дефицит холина. Это подтверждается тем, что при добавлении в рацион коров защищенного от разрушения в рубце холина снижается число триглицеридов, накапливаемых печенью в транзитный период. Польза от защищенного холина в рационе коров в транзитный период подтверждалась состоянием животных (рост надоев), органов (снижение числа триглицеридов в печени) и клеток (повышенная экспрессия МБПТ и ApoB100 мРНК). Для определения оптимальной дозировки защищенного холина для коров в транзитный период и уточнения механизма(ов) его действия требуются дополнительные исследования.

Благодарность

Авторы выражают благодарность за поддержку профессора Майкла Х. Д’Оккио со стороны организации Nancy Roma Paech в получении почетного руководства кафедрой Сиднейского университета, а также Квинслендскому университету за финансирование аспирантуры Араша Шахсавари (№3022886).

Все авторы принимали участие в поиске библиографических источников, написании работы и ее редактуре.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Список литературы

1. Grummer RR *1995) Impact of changes in organic nutrient metabolism on feeding the transition dairy cow. J Anim Sci 73, 2820-2833.
2. Drackley JK *1999) Biology of dairy cows during the tran­sition period: the final frontier? J Dairy Sci 82, 2259-2273.
3. Hayirli A, Grummer RR, Nordheim EV, et al. *2002) Animal and dietaryfactors affecting feed intake during the prefresh transition period in holsteins. J Dairy Sci 85, 3430-3443.
4. Cooke R, Del Rio NS, Caraviello D, et al. *2007) Supple­mental choline for prevention and alleviation of fatty liver in dairy cattle. J Dairy Sci 90, 2413-2418.
5. Rossi F, Righi F, Romanelli S, et al. *2008) Reproductive efficiency of dairy cows under negative energy balance conditions. Ann Fac Medic Vet Difarma 28, 173-180.
6. Bobe G, Young JW & Beitz DC (2004) Invited review: pathology, etiology, prevention, and treatment of fatty liver in dairy cows. J Dairy Sci 87, 3105-3124.
7. Leblanc S (2010) Monitoring metabolic health of dairy cattle in the transition period. JRepr Develo 56, Suppl., S29-S35.
8. Giummer RR (1993) Etiology of lipid-related metabolic disorders in periparturient dairy cows. J Dairy Sci 76, 3882-3896.
9. Drackley JK, Overton TR & Douglas GN (2001) Adaptations of glucose and long-chain fatty acid metabolism in liver of dairy cows during the periparturient period. J Dairy Sci 84, E100-E112.
10. Herdt TH (2000) Ruminant adaptation to negative energy balance. Influences on the etiology of ketosis and fatty liver. Vet Clin North Am Food Anim Pract 16, 215-230.
11. Goff J (2006) Major advances in our understanding of nutritional influences on bovine health. J Dairy Sci 89, 1292-1301.
12. Duffield T (2000) Subclinical ketosis in lactating dairy cattle. Vet Clin North Am Food Anim Pract 16, 231-253.
13. Erb HN & Grohn YT (1988) Epidemiology of metabolic disorders in the periparturient dairy cow. J Dairy Sci 71, 2557-2571.
14. Sordillo LM & Raphael W (2013) Significance of metabolic stress, lipid mobilization, and inflammation on transition cow disorders. Vet Clin North Am Food Anim Pract 29, 267-278.
15. Suriyasathaporn W, Daemen AJ, Noordhuizen-Stassen EN, et al. (1999) ^-hydroxybutyrate levels in peripheral blood and ketone bodies supplemented in culture media affect the in vitro chemotaxis of bovine leukocytes. Vet Immunol Immunopathol 68, 177-186.
16. Wathes DC, Cheng Z, Chowdhury W, et al. (2009) Negative energy balance alters global gene expression and immune responses in the uterus of postpartum dairy cows. Physiol Genom 39, 1-13.
17. Turk R, Juretic D, Geres D, et al. (2005) Serum paraoxonase activity in dairy cows during pregnancy. Res Vet Sci 79, 15-18.
18. Bertoni G, Trevisi E, Calamari L, et al. (2006) The inflammation could have a role in the liver lipidosis occurrence in dairy cows. In Production Diseases in Farm Animals, pp. 157-158 [NP Joshi and TH Herdt, editors]. Wageningen: Wageningen Academic Publishers.
19. Ametaj B, Bradford B, Bobe G, et al. (2005) Strong rela­tionships between mediators of the acute phase response and fatty liver in dairy cows. Can J Anim Sci 85, 165-175.
20. Fleck A (1989) Clinical and nutritional aspects of changes in acute-phase proteins during inflammation. Proc Nutr Soc 48, 347-354.
21. Gruys E, Toussaint M, Landman W, et al. (1998) Infection, inflammation and stress inhibit growth. Mechanisms and non-specific assessment of the processes by acute phase proteins. Production diseases in farm animals, 10th International Conference, Utrecht, the Netherlands, 1998.
22. Goselink R, van Baal J, Widjaja H, et al. (2012) Effect of rumen-protected choline supplementation on liver and adipose gene expression during the transition period in dairy cattle. J Dairy Sci 96, 1102-1116.
23. Chagas LM, Bass JJ, Blache D, et al. (2007) Invited review: new perspectives on the roles of nutrition and metabolic priorities in the subfertility of high-producing dairy cows. J Dairy Sci 90, 4022-4032.
24. Bradford B (2011) Connecting transition cow physiology, behaviour, and nutrition. In Proceedings of the 10th Western Dairy Management Conference. Reno, NV, 9-11 March, pp. 207-220.
25. Emery RS, Liesman JS & Herdt TH (1992) Metabolism of long chain fatty acids by ruminant liver. J Nutr 122, Suppl., 832-837.
26. Reynolds CK, Aikman PC, Lupoli B, et al. (2003) Splanchnic metabolism of dairy cows during the transition from late gestation through early lactation. J Dairy Sci 86, 1201-1217.
27. Grum DE, Drackley JK, Younker RS, et al. (1996) Nutrition during the dry period and hepatic lipid metabolism of periparturient dairy cows. J Dairy Sci 79, 1850-1864.
28. Litherland NB, Dann HM & Drackley JK (2011) Prepartum nutrient intake alters palmitate metabolism by liver slices from peripartal dairy cows. J Dairy Sci 94, 1928-1940.
29. Adewuyi A, Gruys E & Van Eerdenburg F (2005) Non esterified fatty acids (NEFA) in dairy cattle. A review. Vet Q 27, 117-126.
30. Drackley JK, Dann HM, Douglas GN, et al. (2005) Physio­logical and pathological adaptations in dairy cows that may increase susceptibility to periparturient diseases and disorders. Ital J Anim Sci 4, 323-344.
31. Grummer RR (2008) Nutritional and management strategies for the prevention of fatty liver in dairy cattle. Vet J 176, 10-20.
32. Skaar TC, Grummer RR, Dentine MR, et al. (1989) Seasonal effects of prepartum and postpartum fat and niacin feeding on lactation performance and lipid metabolism. J Dairy Sci 72, 2028-2038.
33. Wensing T, Kruip T, Geelen MJH, et al. (1997) Postpartum fatty liver in high-producing dairy cows in practice and in animal studies. The connection with health, production and reproduction problems. Comp Haematol Int 7, 167-171.
34. Tharwat M, Oikawa S, Buczinski S, et al. (2012) Ultrasono­graphic prediction of hepatic fat content in dairy cows during the transition period. J Vet Sci Technol 3, 5.
35. Morrow D, Hillman D, Dade A, et al. (1979) Clinical inves­tigation of a dairy herd with the fat cow syndrome. J Am Vet Med Assoc 174, 161-167.
36. Tharwat M, Endoh D & Oikawa S (2012) Hepatocyte apoptosis in dairy cows with fatty infiltration of the liver. Res Vet Sci 93, 1281-1286.
37. Johannsen U, Menger S, Staufenbiel R, et al. (1993) Investi­gations on morphology and function of the liver of high-yielding cows 2 weeks postpartum. Dtsch Tierarztl Wochenschr 100, 177-181.
38. Reid I & Collins R (1980) The pathology of post-parturient fatty liver in high-yielding dairy cows. Invest Cell Pathol 3, 237-249.
39. Strang BD, Bertics SJ, Grummer RR, et al. (1998) Effect of long-chain fatty acids on triglyceride accumulation, gluconeogenesis, and ureagenesis in bovine hepatocytes. J Dairy Sci 81, 728-739.
40. Ringseis R, Gessner DK & Eder K (2015) Molecular insights into the mechanisms of liver-associated diseases in early-lactating dairy cows: hypothetical role of endoplasmic reticulum stress. J Anim Physiol Anim Nutr (Berl) 99, 626-645.
41. Gessner DK, Schlegel G, Ringseis R, et al. (2014) Up-regulation of endoplasmic reticulum stress induced genes of the unfolded protein response in the liver of peri- parturient dairy cows. BMC Vet Res 10, 46.
42. Loor JJ, Dann HM, Everts RE, et al. (2005) Temporal gene expression profiling of liver from periparturient dairy cows reveals complex adaptive mechanisms in hepatic function. Physiol Genomics 23, 217-226.
43. Loor J (2010) Genomics of metabolic adaptations in the peripartal cow. Animal 4, 1110-1139.
44. Bionaz M & Loor JJ (2008) ACSL1, AGPAT6, FABP3, LPIN1, and SLC27A6 are the most abundant isoforms in bovine mammary tissue and their expression is affected by stage of lactation. J Nutr 138, 1019-1024.
45. Van Dorland H, Richter S, Morel I, et al. (2009) Variation in hepatic regulation of metabolism during the dry period and in early lactation in dairy cows. J Dairy Sci 92, 1924-1940.
46. Wetterau JR, Lin M & Jamil H (1997) Microsomal triglyceride transfer protein. Biochim Biophys Acta Lipids Lipid Metab 1345, 136-150.
47. Loor JJ, Dann HM, Guretzky NAJ, et al. (2006) Plane of nutrition prepartum alters hepatic gene expression and function in dairy cows as assessed by longitudinal transcript and metabolic profiling. Physiol Genomics 27, 29-41.
48. Bernabucci U, Ronchi B, Basirico L, et al. (2004) Abundance of mRNA of apolipoprotein B100, apolipoprotein E, and microsomal triglyceride transfer protein in liver from periparturient dairy cows. J Dairy Sci 87, 2881-2888.
49. Li X, Guan Y, Li Y, et al. (2015) Effects of insulin-like growth factor-1 on the assembly and secretion of very low-density lipoproteins in cow hepatocytes in vitro. Gen Comp Endocrinol 226, 82-87.
50. Lima F, Filho MF S, Greco L, et al. (2007) Effects of feeding rumen-protected choline (RPC) on lactation and metabolism. J Dairy Sci 90, Suppl. 1, 174 Abstr.
51. Grummer R (2012) Choline: a limiting nutrient for transition dairy cows. In Proceedings of the Cornell Nutrition Conference, 21-28 [R Grummer, editor]. Syracuse, NY: Cornell University.
52. Santos JEP & Lima FS (2007) Feeding rumen-protected choline to transition dairy cows. In Proceedings of the 20th Annual Florida Ruminant Nutrition Symposium, 10-11 February 2009, Gainesville, FL, pp. 149-159.
53. Sharma B & Erdman R (1988) Effects of high amounts of dietary choline supplementation on duodenal choline flow and production responses of dairy cows. J Dairy Sci 71, 2670-2676.
54. Bremer J (1983) Carnitine - metabolism and functions. Physiol Rev 63, 1420-1480.
55. Osorio J, Ji P, DrackleyJ, et al. (2013) Supplemental Smar- tamine M or MetaSmart during the transition period benefits postpartal cow performance and blood neutrophil function. J Dairy Sci 96, 6248-6263.
56. Henning SM, Swendseid ME, Ivandic BT, et al. (1997) Vitamins C, E and A and heme oxygenase in rats fed methyl/ folate-deficient diets. Free Radic Biol Med 23, 936-942.
57. Dutta-Roy AK, Gordon MJ, Campbell FM, et al. (1994) Vitamin E requirements, transport, and metabolism: role of a-tocopherol-binding proteins. J Nutr Biochem 5, 562-570.
58. Cole LK, Vance JE & Vance DE (2012) Phosphatidylcholine biosynthesis and lipoprotein metabolism. Biochim Biophys Acta 1821, 754-761.
59. Zom R, Van Baal J, Goselink R, et al. (2011) Effect of rumen- protected choline on performance, blood metabolites, and hepatic triacylglycerols of periparturient dairy cattle. J Dairy Sci 94, 4016-4027.
60. Zahra L, Duffield T, Leslie K, et al. (2006) Effects of rumen- protected choline and monensin on milk production and metabolism of periparturient dairy cows. J Dairy Sci 89, 4808-4818.
61. Ardalan M, Dehghan-Banadaky M, Rezayazdi K, et al. (2011) The effect of rumen-protected methionine and choline on plasma metabolites of Holstein dairy cows. J Agric Sci 149, 639-646.
62. Piepenbrink M & Overton T (2003) Liver metabolism and production of cows fed increasing amounts of rumen- protected choline during the periparturient period. J Dairy Sci 86, 1722-1733.
63. Shahsavari A (2012) The metabolic and reproductive responses of lactating dairy cows to supplementation with choline. MPhil thesis, The University of Queensland, Gatton, Australia.
64. Pinotti L, Baldi A, Politis I, et al. (2003) Rumen-protected choline administration to transition cows: effects on milk production and vitamin E status. J Vet Med A Physiol Pathol Clin Med 50, 18-21.
65. Esposito G, Irons PC, Webb EC, et al. (2014) Interactions between negative energy balance, metabolic diseases, uter­ine health and immune response in transition dairy cows. Anim Reprod Sci 144, 60-71.
66. Leiva T, Cooke R, Brandao A, et al. (2015) Effects of rumen- protected choline supplementation on metabolic and performance responses of transition dairy cows. J Anim Sci 93, 1896-1904.
67. Furken C & Hoedemaker M (2014) Influence of feeding rumen-protected choline to transition dairy cows. Tierarztl Prax Grofitiere 42, 11-21.
68. Elek P, Gaal T & Husveth F (2013) Influence of rumen- protected choline on liver composition and blood variables indicating energy balance in periparturient dairy cows. Acta Vet Hung 61, 59-70.
69. Chung Y-H, Brown N, Martinez C, et al. (2009) Effects of rumen-protected choline and dry propylene glycol on feed intake and blood parameters for Holstein dairy cows in early lactation. J Dairy Sci 92, 2729-2736.
70. Radcliff RP, McCormack BL, Crooker BA, et al. (2003) Plasma hormones and expression of growth hormone receptor and insulin-like growth factor-I mRNA in hepatic tissue of periparturient dairy cows. J Dairy Sci 86, 3920-3926.
71. Garnsworthy PC, Lock A, Mann GE, et al. (2008) Nutrition, metabolism, and fertility in dairy cows: 1. Dietary energy source and ovarian function. J Dairy Sci 91, 3814-3823.
72. Lucy M (editor) (2009) Nutrition and reproduction in dairy cattle: how hormones that control milk production affect fertility. Dairy Health and Nutrition Conference.
73. Lomander H (2012) Energy status related to production and reproduction in dairy cows. Swedish University of Agricultural Sciences. PhD thesis, Skara.
74. Knapp JR, Freetly HC, Reis BL, et al. (1992) Effects of somatotropin and substrates on patterns of liver metabolism in lactating dairy cattle. J Dairy Sci 75, 1025-1035.
75. Akers RM (2006) Major advances associated with hormone and growth factor regulation of mammary growth and lac­tation in dairy cows. J Dairy Sci 89, 1222-1234.
76. Ponsart C, Freret S, Seegers H, et al. (2008) Epidemiological approach of nutritional factors influencing dairy cow fertility during the dry and post partum periods. In Proceedings of the 25th World Buiatrics Congress Factors Affecting Reproductive Performance in the Cow, 76-87 [O Szenci and AC Bajcsy, editors]. Budapest, Hungary: Hungarian Association for Buiatrics.
77. Roche J, Mackey D & Diskin M (2000) Reproductive management of postpartum cows. Anim Reprod Sci 60, 703-712.
78. Wathes DC, Cheng Z, Fenwick MA, et al. (2011) Influence of energy balance on the somatotrophic axis and matrix metalloproteinase expression in the endometrium of the postpartum dairy cow. Reproduction 141, 269-281.
79. Garnsworthy P, Sinclair K & Webb R (2008) Integration of physiological mechanisms that influence fertility in dairy cows. Animal 2, 1144-1152.
80. Humblot P, Grimard B, Freret S, et al. (2009) Impact of energy balance on metabolic changes and reproductivetissue: consequences for ovarian activity and fertility in dairy and beef cattle. In Recent Advances in Animal Nutrition 2008, 1-14 [PC Garnsworthy and J Wiseman, editors]. Nottingham: Nottingham University Press.
81. Boisclair Y, Wesolowski S, Kim J, et al. (2006) Roles of growth hormone and leptin in the periparturient dairy cow. In Ruminant Physiology: Digestion, Metabolism and Impact of Nutrition on Gene Expression, Immunology and Stress, 327-346 [K Sejrsen, T Hvelplund and MO Nielsen, editors]. Wageningen, the Netherlands: Wageningen Academic Publishers.
82. Fenwick MA, Fitzpatrick R, Kenny DA, et al. (2008) Inter­relationships between negative energy balance (NEB) and IGF regulation in liver of lactating dairy cows. Domest Anim Endocrinol 34, 31-44.
83. Steiger M, Senn M, Altreuther G, et al. (1999) Effect of a prolonged low-dose lipopolysaccharide infusion on feed intake and metabolism in heifers. JAnim Sci 77, 2523-2532.
84. Andersson AK, Flodstrom M & Sandler S (2001) Cytokine- induced inhibition of insulin release from mouse pancreatic P-cells deficient in inducible nitric oxide synthase. Biochem Biophys Res Commun 281, 396-403.
85. Janovick N & Drackley J (2010) Prepartum dietary man­agement of energy intake affects postpartum intake and lactation performance by primiparous and multiparous Holstein cows. J Dairy Sci 93, 3086-3102.
86. Goff J & Horst R (1997) Physiological changes at parturition and their relationship to metabolic disorders. J Dairy Sci 80, 1260-1268.
87. Bell AW (1995) Regulation of organic nutrient metabolism during transition from late pregnancy to early lactation. JAnim Sci 73, 2804-2819.
88. Vazquez-Anon M, Bertics S, Luck M, et al. (1994) Peripartum liver triglyceride and plasma metabolites in dairy cows. J Dairy Sci 77, 1521-1528.
89. Oelrichs W, Lucy M, Kerley M, et al. (2004) Feeding soybeans and rumen-protected choline to dairy cows during the periparturient period and early lactation. 2. Effects on reproduction. J Dairy Sci 87, Suppl. 1, 344-349.
90. Soltan M, Mujalliz A, Mandour M, et al. (2012) Effect of dietary rumen protected methionine and/or choline supplementation on rumen fermentation characteristics and productive performance of early lactating cows. Pak J Nutr 11, 221-230.
91. Elek P, Newbold J, Gaal T, et al. (2008) Effects of rumen- protected choline supplementation on milk production and choline supply of periparturient dairy cows. Animal 2, 1595-1601.
92. Lima F, Sa Filho M, Greco L, et al. (2012) Effects of feeding rumen-protected choline on incidence of diseases and reproduction of dairy cows. Vet J 193, 140-145.
93. Pinotti L, Polidori C, Campagnoli A, et al. (2010) A meta-analysis of the effects of rumen protected choline supplementation on milk production in dairy cows. In Energy and Protein Metabolism and Nutrition, pp. 321-322 [G. Matteo Grovetto, editor]. Wageningen, the Netherlands: Wageningen Academic Publishers.
94. Sales J, Homolka P & Koukolova V (2010) Effect of dietary rumen-protected choline on milk production of dairy cows: a meta-analysis. J Dairy Sci 93, 3746-3754.
95. Pineda A & Cardoso F (2015) Effects of rumen-protected choline with calcium salts of long chain fatty acids on milk yield and milk composition of middle and late lactation Holstein cows. Livest Sci 175, 47-58.
96. Wlodarek J, Jaskowski J, Nowak W, et al. (2011) Develop­ment of ovarian follicles, quality of oocytes and fertility of cows in view of a negative energy balance in the transition period. Med Weter 67, 219-223.
97. Lucy M (2000) Regulation of ovarian follicular growth by somatotropin and insulin-like growth factors in cattle. J Dairy Sci 83, 1635-1647.
98. Zulu VC, Nakao T & Sawamukai Y (2002) Insulin-like growth factor-I as a possible hormonal mediator of nutritional regulation of reproduction in cattle. J Vet Med Sci 64, 657-665.
99. Furken C & Hoedemaker M (2014) Einfluss einer Futterung von pansengeschutztem Cholin in der Transitphase bei Milchkuhen. Teil 2: Tiergesundheit und Reproduktionsleis- tung (Influence of feeding rumen-protected choline to transition dairy cows. Part 1: Health and reproduction). Tierarztl Prax Grofitiere 42, 79-87.
100. Delavaud C, Ferlay A, Faulconnier Y, et al. (2002) Plasma leptin concentration in adult cattle: effects of breed, adiposity, feeding level, and meal intake. J Anim Sci 80, 1317-1328.
101. Brann DW, Wade MF, Dhandapani KM, et al. (2002) Leptin and reproduction. Steroids 67, 95-104.
102. Spicer LJ (2001) Leptin: a possible metabolic signal affecting reproduction. Domest Anim Endocrinol 21, 251-270.
103. Clempson A, Pollott G, Brickell J, et al. (2011) Evidence that leptin genotype is associated with fertility, growth, and milk production in Holstein cows. J Dairy Sci 94, 3618-3628.
104. Carter AL & Frenkel R (1978) The relationship of choline and carnitine in the choline deficient rat. J Nutr 108, 1748.
105. Schlegel G, Keller J, Hirche F, et al. (2012) Expression of genes involved in hepatic carnitine synthesis and uptake in dairy cows in the transition period and at different stages of lactation. BMC Vet Res 8, 12.
106. Carlson D, McFadden J, D’Angelo A, et al. (2007) Dietary L-carnitine affects periparturient nutrient metabolism and lactation in multiparous cows. J Dairy Sci 90, 3422-3441.
107. Akbar H, Bionaz M, Carlson D, et al. (2013) Feed restriction, but not L-carnitine infusion, alters the liver transcriptome by inhibiting sterol synthesis and mitochondrial oxidative phosphorylation and increasing gluconeogenesis in mid­lactation dairy cows. J Dairy Sci 96, 2201-2213.
108. Loor JJ, Everts RE, Bionaz M, et al. (2007) Nutrition-induced ketosis alters metabolic and signaling gene networks in liver of periparturient dairy cows. Physiol Genomics 32, 105-116.
109. Zhao F-Q & Keating AF (2007) Functional properties and genomics of glucose transporters. Curr Genomics 8, 113.
110. Hammon H, Sturmer G, Schneider F, et al. (2009) Perfor­mance and metabolic and endocrine changes with emphasis on glucose metabolism in high-yielding dairy cows with high and low fat content in liver after calving. J Dairy Sci 92, 1554-1566.
111. Rahmani M, Banadaky MD, Kamalyan RH, et al. (2014) Effects of feeding rumen-protected choline and vitamin E on serum protein fractions, total thiol molecules and total anti­oxidant capacity in early lactating dairy cows. Glob J Anim Sci Res 2, 337-344.